А.Д.Криночкин (1957) для обеззараживания поверхностей от S.enteritidis Gartneri испытывал растворы ксилонафта в 0,2% и 0,5%-ной концентрации при температуре 16-180. Микробная культура обеззараживалась в течение 20-70 мин, а культура S.suipestifer - в течение 30-90 мин, S.pullorum - gallinarum - 20-80 мин.
По данным А.А.Полякова (1964), для дезинфекции объектов животноводства с успехом можно использовать хлорную известь. В концентрации 4-12 мг/л воды она приводит к гибели вегетативные формы микробных клеток. Надежно обеззараживает поверхности, загрязненные S.Gartneri 4%-ный раствор едкого натра в течение 2 ч. при расходе раствора 1 л на 1 м2 площади. Также хорошо дезинфицирует 4%-ный раствор формальдегида. Почву, инфицированную вегетативной формой микробов, эти растворы обеззараживают только с поверхности, а в песчаную почву, они проникают на глубину 12 см.
И.С.Загевский (1951) предложил при паратифе утят проводить дезинфекцию поверхности яиц раствором хлорной извести, содержащей 1,5-1,75% активного хлора, 2%-ным раствором соляной кислоты, 5%-ным раствором марганцовокислого калия, 1%-ным растворам соляной кислоты, 2%-ным раствором медного купороса в течение 5 мин.
А.А.Розов (1967) рекомендовал для обеззараживания поверхности животноводческих объектов, инфицированных бактериями S.Cartneri, применять 6%-ный раствор ксилонафта и нафтализола, а для уничтожения мух на фермах добавляет 0,1 % хлорофоса (АДВ - 92%); экспозиции 1-2 ч. Можно применять однохлористый йод в 5%-ной концентрации с добавлением 0,1% хлорофоса, экспозиция 1 ч.
E.Best et al (1970) предложили подстилочный материал от сальмонелл обеззараживать без применения дезинфицирующих веществ методом подогревания до 35-75 0С в течение 5 ч.
Для дезинфекции поверхности в присутствии птиц В.С.Ярных (1955, 1957, 1958), А.А.Закомырдин (1960, 1964, 1966) рекомендуют высокобактерицидные препараты: молочную кислоту, резорцин, триэтиленгликоль и эвкалиптовое масло.
Ю.И.Боченин (1968) предложил обеззараживать птицеводческие помещения, инфицированные неспоро образующей микрофлорой, формалином в виде аэрозоля. При этом необходимо учитывать влажность и температуру воздуха того объекта, где проводится аэрозольная дезинфекция.
По данным Н.В.Притулы (1967), S.typhimurium. S.pullorum погибают на бязевых тестообъектах после обработки их 2%-ным силикатом натрия через 15 мин, 2%-ным гексилрезорцином - через 15 мин, 3%-ным растворам кремнефтористого натрия - через 10 мин, 3%-ным раствором фосфорнокислого натрия - через 15 мин, 3%-ным раствором нитрита и нитрата натрия - через 20 мин.
И.Я.Беляев (1969) советует пухо-первое сырье, инфицированное возбудителями салмонеллезов, обеззараживать 3%-ным раствором однохлористого йода при температуре 18-200 в течение 2 ч, 2%-ным раствором формальдегида при температуре 18-200 в течение 2,5 ч, 1%-ным раствором формальдегида в смеси с 1% пасты «Веста», или 0,5% сульфатола, или 0,5% тринатрийфосфата при температуре растворов 45-500 в течение 2 ч, при температуре 18-200 этих же растворов в течение 3,5 ч; раствором двутретиосновной соли гипохлорита кальция, содержащим 1% активного хлора, в смеси с 1% пасты «Веста» или 0,5% сульфанола, или 0,5% тринатрийфосфата при температуре 18-200 в течение 3 ч.
Д.А.Бочаров (1964) для дезинфекции в профилактических целей птицеводческих помещений предложил 2%-ный горячий (700) раствор едкого натра, осветленный раствор хлорной извести (с содержанием 2% активного хлора), 2%-ную взвесь свежегашеной извести. Расход во всех случаях 1л/м2 при экспозиции 1-2 ч.
T.Costaing (1971) для дезинфекции гусиных яиц рекомендовал формалин в дозе 40 мл на 1 м3, экспозиция 20-30 мин. Joseph Isobel et al (1972) испытывая различные дезинфицирующие вещества, признали лучшими 2%-ный раствор каустической соды и 2-3%-ный раствор формальдегида.
А.А.Закомырдин, Ю.И.Боченин (1974) предложили безаппаратный способ получения аэрозолей, используя смесь 15 г формалина и 15-20 г хлорной извести при экспозиции 12 ч, температура в помещении должна быть не ниже 12-190, а влажность - 32-90%.
И.Н.Зыков и др. (1973) рекомендуют применять для дезинфекции помещений при сальмонеллезах раствор фенолята натрия в 4-5%-ной концентрации в течение 2 ч, расход 1 л/м2.
Для обеззараживания помещений для уток, инфицированных салмонеллами, А.Ф.Меньш (1975) предлагает применять 4%-ный горячий (800) раствор демпа, 2%-ный раствор формальдегида, 2-ный горячий раствор гипохлорита натрия из расчета 1л/м2 при экспозиции 2 ч, а для дезинфекции шкафов инкубатора, свободных от птиц, 60 мл формалина на 1м3 камеры при экспозиции 30 мин.
9. Возбудитель паратифа её выживаемость возбудителей во внешней среде
Выживаемость возбудителя паратифа. Возбудитель паратифа обладает относительно высокой устойчивостью к воздействию факторов внешней среды по сравнению с другими неспорообразующими микроорганизмами.
И.В.Шур (1960) установил, что в комнатной пыли он остается жизнеспособным до 80 дней, в угольной золе - до 136, в навозе до 90 дней, в сухом помете - до четырех лет.
По данным Lerche (1961), в высушенном помете сальмонеллы выживали до двух лет семи месяцев. С.М.Губкин (1962) установил, что S.pullorum в помете при естественной влажности остается жизнеспособной до 86 дней, а в сухом помете - 240 дней.
И.С.Загаевский (1963) определил, что высушенном утином помете S.typhimurium сохраняется до пяти месяцев, а Н.М.Никифорова (1951) считает, что жизнеспособность ее в помете кур более 100 дней.
По данным ряда авторов, тифо - паратифозные микробы могут долгое время сохраняться в почве: от нескольких месяцев до одного года (В.Н.Космодемьянский, Н.Ф.Евтеева, 1948; В.Н.Азбелова, 1952; Е.Н.Мишустина и М.И.Перцовская, 1954; Е.М.Гурова, 1957, и др.).
По данным С.М.Губкина (1963), культуры S.Dublin выживали: в предварительно обеспложенной кипяченной воде при О0 в течение 34-104 дней; при 150-6-86 дней; при 370-3-20 дней. В необеспложенной воде при О0-от 26 ч 370- от 24 ч до 11 дней.
П.М.Сопиков (1940) отмечает, что S.typhimurium в верхних слоях почвы выгулов в весеннее - летнее время остается жизнеспособной до трех месяцев, а в высушенных фекалиях птиц - до двух лет. О высокой устойчивости салмонелл сообщил K.Kniwallner (1958), который обнаружил возбудителя в искусственно - инфицированной траве, использовавшейся как сено через 11 месяцев после приготовления.
F.Jordon (1954) изучал жизнеспособность S.gallinarum в тушках домашней птицы, при различных условиях хранения и установил, что микроорганизмы удается изолировать из печени в течение 11 дней. А из костей - 75 дней. В костной ткани невскрытых трубов и захороненных в землю салмонеллы обнаруживались по истечению 30 дней.
В.М.Ковбасенко (1965) сообщил более низкую температурную границу (в пределах 1-30), при которой возможно размножение салмонелл, а по данным Н.П.Нефедьева (1951), граница, при которой эта способность сохраняется, находится в пределах 48-500С.
Ю.С.Сафаров и М.П.Курбанов (1966) установили, что S.typhimurium в стерильной водопроводной воде оставалась жизнеспособной 260-270 дней, а S.enteritidis - 230-250 дней. При этом также было отмечено, что в стерильной воде салмонеллы выживали дальше, чем в нестерильной.
Сравнительно высока жизнеспособность салмонелл в различных почвах. Экспериментально установлено, что они сохраняют жизнеспособность в почвах нескольно месяцев.
В сточных водах длительность выживания салмонелл составляла 11-23 дня, в осадке сточных вод - 180 дней, а в огнившем осадке - до 45 дней (R.Motz, 1969). Б.И.Машченко (1965) нашел, что выживаемость салмонелл в условиях Таджикистана на поверхности почвы равна 21 дню, в почве на глубине 10 см - 20-26 дням. В стерильной черноземной почве сальмонеллы сохраняются более 250 дней, в нестерильной - до 80, в песке - от 42 до 160 дней. (S.Josland, 1951). Г.И.Гурова (1967) определила, что S.typhimurium ы сырой почве под воздействием солнечного света оставалась жизнеспособной более 60 дней, а в затемненной - более года, во влажной нестерильной почве - от 75 до 135 дней, в зимний период в естественных условиях - до 4,5 - 5 месяцев, а в стерильной среде - до года.
В.П.Килесо и Е.И.Выдрина (1959) установили, что S.typhimurium погибает в физиологическом раствор при 700 в течение 5 мин.
По данным D.Husseman and M.Wallace (1951), в куриной яйце обеззараживание S.typhimurium происходит при 850 в течение 40 мин, а отдельные микробные клетки выживают даже при температуре 900 в течение 15 мин.
В исследованиях И.С.Загаевского (1960) термолабильные салмонеллы инактивировались в жирных тушках птиц при температуре 800 в течение 12 мин, а в тощих и мясе молодняка - за 10 мин. Ю.В.Притула (1967) рекомендует обеззараживать куриные тушки при 98-990 в течение 40-60 мин.
М.Х.Малтугуева (1973) установила, что возбудитель салмонеллеза птиц в условиях Крайнего Севера на деревянных, цементированных и оштукатуренных поверхностях остается жизнеспособными до 252 дней, на скорлупе яиц - до 247, а в воде - до 256 дней. На спецодежде и на по поверхностях помещений в зависимости от времени года выживает от 23 до 80 дней.
По данным А.Ф.Меньш (1957), в неблагополучных по салмонеллезу утководческих хозяйствах выделены S.typhimurium, S.anatum, S.nowport, S.london.
Они выживали в грунте земляного пола в зависимости от типа почвы и сезона года в течение 125-229 дней, а вне помещения - от 98 до 257 дней, в утином помете - от 141 до 169 дней. Патогенность возбудителя в зависимости от сезона года сохранялась от 60 до 144 дней.
Как показывает анализ многочисленных литературных данных, сроки выживаемости возбудителей инфекционных болезней во внешней среде очень большие. Поэтому перед посадкой новой партии птицы помещения должны подвергаться тщательной и качественной санации. В соответствии с ветеринарными требованиями предусматриваются межцикловые профилактические перерывы в следующих системах:
при клеточном выращивание цыплят в возрасте 1-30 и 31-60 дней перерыв должен составлять 10 и 30 дней соответственно один раз в год;
при выращивании цыплят свыше 60 дней - 20 дней;
при выращивании цыплят на полу в возрасте 1-60 дней перерыв должен составлять 14 дней и 30 дней соответственно один раз в год;
при наполном содержании взрослых птиц профилактический перерыв равен 30 дням, а клеточном содержании - 20 дням.
Однако о продолжительности профилактического перерыва существуют различные мнения. Некоторые исследователи считают, что в указанные периоды (без птицы) в какой - то степени в помещении происходит самоочищение от микроорганизмов, и большинство из них исчезает. Однако такое суждение мы считаем неправильным. Возможно, в какой-то мере микробы могут погибать, но, по данным ряда авторов - М.А.Артемичева (1958), В.Г.Жарова (1962), А.А.Закокмырдина (1970) и по нашим данным - возбудители мыокаслской болезни, пастереллеза и салмонеллезов во внешней среде остаются жизнеспособными от 1,5 месяцев до одного года.
10. Материалы и метода исследований
Микроскопический метод исследования предусматривает наблюдение за живыми и убитыми микробами в окрашенном и неокрашенном состоянии.
Различают простые и сложные способы окраски. Первые основаны на применением какой - либо одной краски, например метиленовой сини или фуксина. Вторые предусматривают воздействие на один и тот же препарат двух красок. Сложные методы окраски позволяют обнаруживать в теле микробной клетки различные структурные элементы (капсулы, споры, включения); помогают дифференцировать сходные по величине и форме бактерии, принадлежащие к различным видам.
Для приготовления препарата и его микроскопического исследования необходимо иметь следующие материалы и оборудование.
1. Предметные и покровные стекла.
2. Бактериологическую петлю, пастеровские пипетки.
3. Разовую горелку или спиртовку.
4. Ванночку с подставкой (мостиком) для предметных стекал. Склянку с водопроводной водой для промывания препаратов.
5. Набор красок и реактивов для окрашивания мазков.
6. Пинцет для взятия предметных стекал.
7. Фильтровальную бумагу.
8. Микроскоп, иммерсионное масло и ветошь для протирания микроскопа.
Микроскопия микроорганизмов в окрашенном виде. Для изучения микроорганизмов в окрашенном виде на предметном стекле делают мазок, высушивают, фиксируют его и после этого окрашивают.
Приготовление мазков. Исследуемый материал распределяется тонким слоем по поверхности предметного стекла, так как в толстом мазке микробы наслаиваются друг на друга, что затрудняет определение их формы и структуры. Для приготовления тонкого мазка необходимо иметь хорошо обезжиренные стекла, на которых населенная жидкость растекается свободно, не собираясь в капельки.
На одном предметном стекле можно сделать один или несколько мазков. Рядом с каждым мазком, на той же стороне стекла, ставят номер, соответствующий исследуемому материалу.
Мазки готовят из культур микробов, из патологического материала т.е. из органов трупов.
Материал, из которого должны быть приготовлены мазки для микрокопирования, находится обычно в пробирках или чашках Петри. Пробирку с культурой микробов или патологическими материалом берут в левую руку в наклонном положении, придерживая пробирку большим и указательным пальцами так, чтобы содержимое ее было хорошо видно. Материал для исследования берут прокаленной петлей или стерильной пастеровской пипеткой, которые держат в правой руке, как писчее перо, правой же рукой открывают ватную пробку, зажимая ее между мизинцем и ладонью. Вынув пробку, даже края отверстия пробирки прожигают над пламенеем горелки, вводят в нее петлю или пипетку и набирают материал. После этого открытый конец пробирки вновь проводят через пламя и закрывают венной пробкой, проведенной через пламя. Взятый материал наносят на предметное стекло.