Эпизоотологические особенности
THV стал привлекать пристальное внимание после массовой гибели черепах в коллекциях Великобритании, Италии, Франции, Испании, Германии, Австрии и Швейцарии. Возможно, вирус был интродуцирован при импорте средиземноморских черепах T.graeca из Турции. «Лимфопролиферативная болезнь» герпесвирусной этиологии, по-видимому, была ввезена в Европу с пантеровыми черепахами G.pardalis из Западной Африки (Mc Arthur, 2001). Большинство европейских изолятов герпесвируса относятся к серотипу I. К этому же серотипу относят вирус, вызывающий THV у американских гоферовых черепах. По некоторым данным в коллекциях Германии около 15% черепах оказываются позитивными по антителам к вирусу герпеса (ELISA и PH). В природных популяциях Франции, Марокко, Турции и США также зафиксированы иммунокомпетентные к вирусу черепахи; порядка 11-37% из исследованных образцов плазмы крови оказались позитивными по PH и ELISA.
Экспериментальная инфекция
Частично постулаты Коха были выполнены Origgi с соавторами в 2004г. Черепахам орально или внутримышечно вводили по 150000 TCID50 суспензии культуры вируса. Через 4 недели черепахи были серопозитивны по PH и ELISA. С помощью ПЦР вирусную ДНК обнаружили во многих тканях, но в основном - в головном мозге. У 75% черепах развилось манифестное заболевание. При этом отмечали все характерные симптомы, за исключением ринита.
Диагностика
Диагностику проводят, исходя из анамнеза и по клиническим симптомам. Предварительный диагноз ставят при обнаружении характерных эозинофильных включений в ядрах клеток эпителиального типа и нейтронов головного мозга. Диагноз уточняют с помощью НЭМ. Включения лучше видны в гистологических средах, окрашенных гематоксилин-эозином. В цитологических препаратах, окрашенных модификациями Романовского, включения встречаются реже и окрашиваются амфофильно. Используют соскобы со слизистой языка, окрашенные Diff-Quick. Изоляцию вируса проводят на культуре клеток сердца коробчатой черепахи (TH-1), а также инокулируя вирус в полость аллантоиса яиц черепах. ЦПД в культуре можно наблюдать в течение 4-5 дней. Значительно облегчает дифференциацию вируса иммунопероксидазный тест (Origgi, Jacobson, 1999). В Европе более распространена серологическая диагностика на основе реакции нейтрализации сыворотки (РН), разработанной Biermann (1995). Тест должен учитывать антигенный полиморфизм среди штаммов вируса. Например, сыворотка крови среднеазиатских черепах не нейтрализуется антигеном вируса I и II серотипа. Во время активной инфекции РН не эффективна. В некоторых случаях применяют метод парных сывороток. Удвоение титра в течение 60 дней свидетельствует об активной инфекции. Для получения данных с помощью РН требуется до 10-14 дней. Положительным считают титр не менее 8. Непрямая ELISA была разработана Origgi, Jacobson в 1999г. на основании двух штаммов вируса, изолированных в США от гоферовой и балканской черепах.
Тест гораздо дешевле, специфичнее и чувствительнее РН, однако имеет те же ограничения: малоэффективен при низкотитровых реакциях антител и должен учитывать антигенные различия между штаммами вируса. Для обнаружения вирус-специфической ДНК используют 3 различных протокола ПЦР. Nested-PCR (по методу Van Devanter, 1996) оказалась наиболее универсальной и определяет вирусную ДНК всех 3-х серотипов вируса. Два других более специфичных протокола RT-PCR (по Origgi, 2000 и Teifke, et al, 2000) в основном применимы для определения серотипа I. Для ПЦР лучше брать мазки из ротовой полости сухим стерильным тампоном. Для выявления ДНК в различных тканях обычно применяют гибридизацию in situ, особенно при экспериментальной инфекции (Teifke, et al, 2000).
Дифференциальная диагностика
Клинически THV нужно дифференцировать от иридовироза, заболевания, связанного с вирусом «Х», микоплазмоза, а также гиповитаминоза А, локального раздражения слизистых оболочек, химической интоксикации, сезонного ринита неясной этиологии, паразитарных болезней и т.п. При обнаружении вирусных включений их базофильная окраска свидетельствует скорее о наличии иридовируса.
Терапия
Требуется строгая изоляция больных животных. Ацикловир назначают системно, внутрь через зонд. Суммарная суточная доза составляет 80 мг/кг; считается, что лучше разделять ее на 2-3 приема. Ноздри промывают противовирусными препаратами (Офтан Иду) или каплями ципромед, после чего проводят тщательный туалет ротовой полости и местно наносят крем с ацикловиром на все видимые очаги поражения. Для профилактики вторичной инфекции назначают курс инъекций энрофлоксацина (10 мг/кг каждые 48 часов) или цефтазидима (20 мг/кг каждые 72 часа). В качестве превентивной терапии отдельные авторы рекомендуют байпамун внутримышечно по 0,1-1мл в зависимости от размеров черепахи 3-4-кратно с интервалами по 48 часов (McArthur, et al, 2001). Обсуждалась и перспектива применения интерферонов и биофлавоноидов, но никаких данных о фармакокинетике этих препаратов у рептилий не опубликовано. Профилактически лучше назначать их в предзимовочный период. Этиотропная терапия ацикловиром более успешна при лечении первичной инфекции, в отличие от рецидивов заболевания.
Большое значение при THV имеет поддерживающая терапия, включающая введение полиионных растворов с глюкозой через зонд или интрацеломически (1-3% от м.т. в сутки), витаминов (катозал, беплекс) и питательных смесей.
Карантин для вновь поступающих животных должен составлять от 6 недель до 6 месяцев. Для черепах из групп, перенесших вспышку заболевания, требуется изоляция не менее 12-18 месяцев. Необходима текущая и заключительная дезинфекция мощными вирулицидными дезинфектантами, такими как виркон или септабик.
2.2 Аденовирусы
Представители семейства Adenoviridae поражают наземных позвоночных, в основном, млекопитающих и птиц. Вирионы аденовирусов представляют собой лишенные суперкапсидной оболочки изометрические частицы диаметром 70-90нм. Они состоят из сердцевины, содержащей белок и единую 2-спиральную молекулу ДНК и икосаэдрического капсида, построенного из 252 капсомеров, из которых 240 гексоны и 12 пептоны, расположенные на вершинах икосаэдра. В семействе выделяют 2 или 3 рода.
Характеристика возбудителя
У рептилий аденовирусы обычно вызывают заболевание ЖКТ и связанных с ним пищеварительных желез, реже отмечают поражение респираторного тракта. Инфекция была отмечена у габонских гадюк B.gabonica, обыкновенного удава B.constrictor, королевского питона P.regius, удавчика E.colubrinus, нескольких видов полозов Elaphe spp. королевских змей Lampropeltis spp., капского варана V.exanthematicus, бородатых агам P.vitticeps, хамелеона Джексона Ch.jacksoni, гемитекониксов и молодых нильских крокодилов (Boyer et al, 2000).
Заболевание имеет наибольшее ветеринарное значение среди бородатых агам в возрасте до 6 мес. (Chocker et al, 2005). В материале, полученном от больных животных, зачастую обнаруживают более мелкие икосаэдрические частицы, по-видимому, депендовирус, а также в некоторых случаях кокцидий Isospora spp.
Клинические признаки и патологоанатомические изменения
У ящериц прижизненно отмечают неспецифические симптомы: анорексию, гиподинамию, вздутие брюшной стенки, изменения стула. У хамелеона Джексона прижизненно отмечали респираторный синдром, и вирус был выделен в слизи трахеи и пищевода. Посмертные изменения выражаются в основном в поражении печени (гепатит с диффузным острым некрозом гепатоцитов, гидропической дегенерацией и липидозом), поджелудочной железы (острый панкреатит с поражением экзокринной части паренхимы и периостровковой инфильтрацией лейкоцитами), энтерите (с некрозом и баллонной дегенерацией энтероцитов, лимфоцитарной инфильтрацией l.propria) и почечном тубулярном липидозе. У змей отмечают рвоту, опистотонус, запрокидывание головы, вздутие брюшной стенки. Кал может представлять собой желтоватые мажущиеся пастообразные выделения. В некоторых случаях этот материал заполняет пилорический отдел желудка и тонкий кишечник. На секции выявляют гепатит с диффузным некрозом и образование макроскопических белых очагов в паренхиме, гастроэнтерит с гиперплазией слизистой оболочки, множественными петехиями вдоль складок, атрофией главных клеток желудка, баллонной дегенерацией, некрозом и слущиванием энтероцитов, инфильтрацией l.propria лимфоцитами и плазмацитами. В некоторых случаях изменения в желудке змей напоминали ранее описанный в литературе, но не верифицированный идиопатический гастрит (Garner et al, 2006). Крупные внутриядерные, как правило, базофильные включения наблюдают в эпителии тонкого кишечника, пилорического желудка и печени, реже - в слизистой пищевода, клетках миокарда и легких.
Антигенная вариабельность и родство
Секвенированные ПЦР-амплификаты, выделенные от вирусов 3-х видов ящериц, позволили отнести вирус к роду Atadenovirus. По-видимому, существует определенная видоспецифичность среди штаммов аденовирусов, так как в некоторых случаях материал, содержащий вирус и полученный от змей, не удается изолировать в культуре клеток игуаны или гадюки (Juhasz, Ahne, 1992; Ogawa et al, 1992).
Экспериментальная инфекция
Новорожденного обыкновенного удава заразили путем интрацеломической инокуляции суспензией культуры вируса, выделенной от капского варана. Удав пал с картиной острого некроза печени через 14 дней. Повторно вирус выделить не удалось (Jacobson, et al, 1985).
Эпизоотические особенности
На основании скудных литературных данных можно заключить, что при аденовирозе бородатых агам инкубационный период может составлять около 3-4 недель. Источником инфекции могут быть ящерицы в возрасте 1-6 месяцев. Взрослые агамы могут становиться латентными носителями. Источником заражения разных видов рептилий возможно являются королевские змеи Lampropeltis spp, их молодняк наиболее чувствителен к вирусу. Высокая восприимчивость характерна также для молодняка полозов и некоторых гремучников. Вероятно, в связи с потенциальной опасностью этого заболевания, при расширении диагностических возможностей в США болезнь включат в протокол обязательных исследований при перемещении рептилий (Crocker, et al, 2005).
Диагностика
Диагноз ставят при обнаружении характерных темно-фиолетовых ядерных включений в клетках печени и тонкого кишечника больных ящериц и змей. Уточняют диагноз с помощью НЭМ пораженных тканей и выделением вируса в культуре клеток (IgH-2, VH-1). Для обнаружения вирусной ДНК в тканях используют недавно разработанную nested-PCR на праймерах к гену вирусной ДНК-зависимой полимеразы, амплифицированному от вирусов млекопитающих, птиц и лягушек (Wellehan, et al, 2003). Кроме того, применяют ДНК-гибридизацию in situ (Garner, et al, 2006).
Дифференциальная диагностика
Дифференцируют с гепатитами и гастроэнтеритами иной этиологии.
Терапия
Не разработана.
1.3 Иридовирусы
Иридовирусы поражают насекомых, морских беспозвоночных, рыб, амфибий и рептилий. Это крупные вирусы, диаметр вирионов 175-220 нм. Капсид имеет икосаэдрическую форму и у некоторых видов покрыт липопротеиновой оболочкой. Геном представлен линейной 2-цепочечной ДНК. В семействе выделяют 4 рода.
Иридовирусы, выделенные от рептилий, можно отнести к 4 генетически изолированным группам (Marshang, Becher, 2004):
- эритроцитарные вирусы ящериц, змей и черепах (LEV);
- неохарактеризованные вирусы черепах и ящериц;
- инфекции, обусловленные родом Ranavirus у амфибий, рыб, черепах, ящериц и змей;
- инфекции, обусловленные родом Iridovirus у насекомоядных ящериц и сверчков.
Род Ranavirus
Характеристика возбудителя
Впервые Ranavirus изолировали от рептилий в конце 90-х годов ХХ века. Этот вирус чаще встречают у сухопутных черепах, особенно у среднеазиатской черепахи A.horsfieldi, балканской черепахи T.hermanni (Marschang, et al, 1999) и каролинской коробчатой черепахи T.carolina (Mao, et al, 1997). Сравнительно недавно ранавирус выдели от зеленых питонов M.viridis в Австралии (Hyatt, at al, 2002) и геккона в Германии (Marschang, еt al, 2002), а также зарегистрировали эпизоотическую вспышку заболевания в группе из 5 звездчатых черепах G.platynota (Johnson, Norton et al, 2004). Ранавирусы широко распространены в природных популяциях амфибий. На бридинговых фермах в Южной Америке они вызывают массовую гибель головастиков. По всей видимости, даже хитридиомикоз пока не играет такой роли, как ранавироз, вызывающий гибель популяций лягушек по всему миру. В последнее время случаи гибели спонтанно зараженных амфибий отмечены и в Европе (Essabauer, Just, Mutschmann, 2004).
Клинические признаки и патологоанатомические изменения
У заболевших амфибий заболевание проявляется неврологическими расстройствами, геморрагиями и отеком. У лягушек, также как и у рыб в прудовых хозяйствах, важную роль в патогенезе заболевания играет секундарная стрептоккоковая инфекция (обусловленная у рыб различными видами Streptococcus, Lactococcus, Vagococcus и Enterococcus). У черепах прижизненно отмечают респираторный синдром, конъюнктивит, отек в области шеи и стоматит, но без образования характерных для герпесвироза дифтерических бляшек, а также гепатит и энтерит. Гистологически выявляется системный васкулит с некротическими поражениями в селезенке, почках, эпикарде, печени и легких, а также слизистой различных отделов ЖКТ.
Антигенная вариабельность и родство
Геном расшифрован в настоящее время у трех видов Ranavirus, поражающих амфибий: TFV (выделен в Китае от тигровой лягушки), ATV (вирус выделен от аксолотля) и RRV, последние два вида поражают бесхвостых амфибий в Северной Америке. В США от бесхвостых амфибий выделено еще три изолята: вирус FV-1, FV-2, FV-3. При вспышке иридовирусной инфекции у звездчатых черепах G.platynota отмечено наибольшее сходство у выделенного штамма с вирусом лягушек FV-3.
Экспериментальная инфекция
Штаммом ранавируса, выделенным от звездчатой черепахи, заразили красноухих черепах путем оральной и внутримышечной инокуляции. У черепах, зараженных внутримышечно, клинические симптомы наблюдали спустя 1 мес. после заражения. После эвтаназии у экспериментальных животных наблюдали изменения, характерные для натуральной инфекции. ПЦР дала положительный результат во всех основных тканях-мишенях. В группе черепах, зараженных орально, изменения были минимальны; ПЦР была позитивна только первые двое суток после заражения (Johnson, et al, 2006). Натуральная инфекция у этого вида черепах до настоящего времени не зарегистрирована.