У водорослей при стрессовых условиях любой природы часто отмечается накопление нейтральных липидов, однако в настоящей работе, напротив, отмечено их уменьшение. Это может быть связано с их использованием для восполнения энергозатрат клетки в токсических условиях. На примере другого тяжелого металла - кадмия показано, что его содержание в среде приводит к снижению количества нейтральных липидов, даже разрушению липидных телец у микроводорослей [9, 17]. Известно также, что накопление нейтральных липидов уменьшается при высоком уровне АФК [17], что было наиболее ярко выражено у T. striata на 3-и сутки опыта при концентрации 150 мкг/л меди.
Выводы
Проведенные исследования показали, что вид Tetraselmis striata более чувствителен к действию меди в концентрациях 50-150 мкг/л, чем Chlorella minutissima. Одной из возможных причин этого может являться присутствие в составе клеточной оболочки Chlorella споропеллина, устойчивого к химическим воздействиям [1].
При концентрации 50 мкг/л рост обеих водорослей стимулировался, при 100 мкг/л у C. minutissima он продолжился, а у T. striata слабо ингибировался. Концентрация 150 мкг/л приводила к гибели части популяции T. striata.
Флуоресценция хлорофилла а уменьшалась к концу опыта у обеих водорослей при всех концентрациях токсиканта.
Содержание АФК у C. minutissima выраженно уменьшалось при концентрации 50 мкг/л. Самое большое его увеличение происходило при 150 мкг/л у T. striata. В остальных случаях отмечались незначительные колебания показателя.
Мембранный потенциал митохондрий при добавлении меди увеличивался или оставался неизменным у C. minutissima и снижался у T. striata.
Содержание нейтральных липидов у C. minutissima увеличивалось при 50 мкг/л к концу опыта и оставалось неизменным при остальных концентрациях меди. У T. striata во всех случаях показатель был ниже контрольного уровня. Снижение содержания нейтральных липидов у водорослей, особенно в сочетании с уменьшением их численности, может являться дополнительной причиной (помимо непосредственной интоксикации медью) гибели организмов, чьей кормовой базой являются микроводоросли, например моллюсков и личинок беспозвоночных.
Таким образом, по увеличению чувствительности к влиянию меди исследованные показатели можно расположить в следующий ряд: флуоресценция хлорофилла а < численность клеток < содержание нейтральных липидов = содержание АФК < мембранный потенциал митохондрий. То есть такой широко используемый вследствие быстроты анализа критерий оценки, как флуоресценция хлорофилла а, является самым малоинформативным. В связи с этим рекомендуется или сочетать его с другими, или выбирать для оценки качества морских вод и токсичности веществ с помощью микроводорослей иные показатели, например мембранный потенциал митохондрий.
Автор искренне благодарит сотрудников лаборатории клеточных технологий ННЦМБ ДВО РАН за помощь в работе.
Литература
1. Ботаника: курс альгологии и микологии / под ред. Т.Ю. Дьякова. М.: МГУ, 2007. 559 с.
2. Зурочка А.В., Хайдуков С.В., Кудрявцев И.В., Черешнев В.А. Проточная цитометрия в медицине и биологии. 2-е изд., доп. и расшир. Екатеринбург: РИО УрО РАН, 2014. 576 с.
3. Качество морских вод по гидрохимическим показателям. Ежегодник. 2016 / под ред. А.Н. Коршенко. М.: Наука, 2017. 190 с.
4. Орлова Т.Ю., Айздайчер Н.А., Стоник И.В. Лабораторное культивирование морских микроводорослей, включая продуцентов фитотоксинов: науч.-метод. пособие. Владивосток: Дальнаука, 2011. 89 с.
5. Adams M.S., Dillon C.T, Vogt S., Lai B., Stauber J., Jolley D.F. Copper uptake, intracellular localization and speciation in marine microalgae measured by synchrotron radiation X-Ray fluorescence and absorption microspectroscopy // Environ. Sci. Technol. 2016. Vol. 50. P. 8827-8839.
6. Aleman-Nava G.S., Cuellar-Bermudez S.P, Cuaresma M. et al. How to use Nile Red, a selective fluorescent stain for microalgal neutral lipids // J. Microbiol. Methods. 2016. Vol. 128. P 14-19.
7. Araujo C.V.M., Diz F.R., Lubian L.M., Blasco J., Moreno-Garrido I. Sensitivity of Cylindrotheca closterium to copper: Influence of three test endpoints and two test methods // Sci. Total. Environ. 2010. Vol. 408. P. 3696-3703.
8. Cid A., Fidalgo P, Herrero C., Abalde J. Toxic action of copper on the membrane system of a marine diatom measured by flow cytometry // Cytometry. 1996. Vol. 25. P 32-36.
9. El-Naggar A.H., Sheikh H.M. Response of the green microalga Chlorella vulgaris to the oxidative stress caused by some heavy metals // Life Sci. J. 2014. Vol. 11. P. 1349-1357.
10. Gomes F., Ferdandes E., Lima J.F.L.C. Fluorescence probes used for detection of reactive oxygen species // J. Biophys. Biochem. Methods. 2005. P. 45-80.
11. Hamed S.M, Selim S., Klцck G., AbdElgawad H. Sensitivity of two green microalgae to copper stress: Growth, oxidative and antioxidants analyses // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2017. Vol. 144. P. 19-25.
12. Hall J.L. Cellular mechanisms for heavy metal detoxification and tolerance // J. Exp. Bot. 2002. Vol. 53. P 1-11.
13. Hyka P, Lickova S., Pribyl P, Melzoch K., Kovar K. Flow cytometry for development of biotechnological processes with microalgae // Biotechnol. Adv. 2013. V. 31. P. 2-16.
14. Jiang W., Liu D., Liu X. Effect of copper on root growth, cell division, and nucleolus of Zea mays // Biol. Plantarum. 2001. Vol. 44. P 105-109.
15. Kumar K.S., Shin K.-H. Effect of copper on marine microalga Tetraselmis suecica and its influence on intra- and extracellular iron and zinc content // KJEE. 2017. Vol. 50. P. 16-28.
16. Machado M.D., Soares E.V. Modification of cell volume and proliferative capacity of Pseudokirchneriella subcapitata cells exposed to metal stress // Aquat. Toxicol. 2014. Vol. 147. P. 1-6.
17. Miazek K., Iwanek W., Remacle C., Richel A., Goffin D. Effect of metals, metalloids and metallic nanoparticles on microalgae growth and industrial products biosynthesis: a review // Int. J. Mol. Sci. 2015. Vol. 16. P. 23929-23969.
18. Nagajyoti PS., Lee K.D., Sreekanth Tvm. Heavy metals, occurrence and toxicity for plants: a review // Environ. Chem. Lett. 2010. Vol. 8. P. 199-216.
19. Perales-Vela H.V, Gonzalez-Moreno S., Montes-Horcasitas C., Canizares-Villanueva R.O. Growth, photosynthetic and respiratory responses to sub-lethal copper concentrations in Scenedesmus incrassatulus (Chlorophyceae) // Chemosphere. 2007. Vol. 67. P 2274-2281.
20. Pyc M., Cai Y., Greer M.S. et al. Turning over a new leaf in lipid droplet biology // Trends Plant Sci. 2017. Vol. 22. P. 596-609.
21. Tragin M., Vaulot P. Green microalgae in marine coastal waters: the ocean sampling day (OSD) dataset // Sci. Rep. 2018. Vol. 8.
22. Yruela I. Copper in plants // Braz. J. Plant Physiol. 2005. Vol. 17. P 145-156.
23. Zhu Q.-L., Sai-Nan G., Wen F. et al. Transcriptional and physiological responses of Dunaliella salina to cadmium reveals time-dependent turnover of ribosome, photosystem, and ROS-scavenging pathways // Aquat. Toxicol. 2019. Vol. 207. P. 153-162.