Таблица 1 Разнообразие контаминирующей микрофлоры в зависимости от среды первичного посева
|
Микроорганизм |
Левенштейн-Йенсен |
Финн II |
Миддлбрук 7Н9 |
Уровень значимости |
||||
|
Штаммы |
% |
Штаммы |
% |
Штаммы |
% |
|||
|
1 |
2 |
3 |
4 |
5 |
6 |
7 |
8 |
|
|
Achromobacter spp. |
0 |
0 |
1 |
0,3 |
0 |
0 |
0,371 |
|
|
Acinetobacter spp. |
6 |
1,1 |
2 |
0,5 |
3 |
1,4 |
0,523 |
|
|
Acremonium spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Actinocorallia spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Agromyces spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
1 |
0,5 |
0,118 |
|
|
Arthrobacter spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
2 |
1,0 |
0,014*** |
|
|
Aspergillus spp. |
49 |
9,5 |
41 |
11,2 |
7 |
3,4 |
0,006** |
|
|
Bacillus spp. |
13 |
2,5 |
10 |
2,7 |
10 |
4,7 |
0,235 |
|
|
Bordetella spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Brevibacterium spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
6 |
2,9 |
< 0,001** |
|
|
Candida spp. |
52 |
10,0 |
34 |
9,3 |
0 |
0 |
< 0,001** |
|
|
Cellulosimicrobium spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
3 |
1,4 |
0,002** |
|
|
Citrobacter spp. |
2 |
0,4 |
2 |
0,5 |
0 |
0 |
0,580 |
|
|
Clostridium spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
1 |
0,5 |
0,118 |
|
|
Cohnella spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
1 |
0,5 |
0,118 |
|
|
Corynebacterium spp. |
12 |
2,3 |
4 |
1,1 |
13 |
6,3 |
< 0,001** |
|
|
Escherichia spp. |
24 |
4,6 |
4 |
1,1 |
0 |
0 |
< 0,001** |
|
|
Enterobacter spp. |
7 |
1,3 |
5 |
1,4 |
0 |
0 |
0,243 |
|
|
Enterococcus spp. |
39 |
7,5 |
20 |
5,5 |
6 |
2,9 |
0,055 |
|
|
Erwinia spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Ewingella spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Exophiala spp. |
1 |
0,2 |
2 |
0,5 |
0 |
0 |
0,431 |
|
|
Filifactor spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Fusarium spp. |
1 |
0,2 |
1 |
0,3 |
0 |
0 |
0,762 |
|
|
Gordonia spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
3 |
1,4 |
0,002** |
|
|
Klebsiella spp. |
23 |
4,4 |
18 |
4,9 |
0 |
0 |
0,007** |
|
|
Lactobacilus spp. |
22 |
4,2 |
19 |
5,2 |
4 |
1,9 |
0,167 |
|
|
Lactococcus spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Lysinibacillus spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
2 |
1,0 |
0,014*** |
|
|
Mycobacterium spp.* |
18 |
3,5 |
14 |
3,8 |
8 |
3,9 |
0,947 |
|
|
Magnusiomyces spp. |
11 |
2,1 |
11 |
3,0 |
1 |
0,5 |
0,130 |
|
|
Microbacterium spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
4 |
1,9 |
< 0,001** |
|
|
Micrococcus spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
2 |
1,0 |
0,093 |
|
|
Methylobacter spp. |
1 |
0,2 |
1 |
0,3 |
0 |
0 |
0,762 |
|
|
Moraxella spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
1 |
0,5 |
0,118 |
|
|
Morganella spp. |
1 |
0,2 |
1 |
0,3 |
0 |
0 |
0,762 |
|
|
Mucor spp. |
10 |
1,9 |
5 |
1,4 |
1 |
0,5 |
0,339 |
|
|
Nocardia spp. |
1 |
0,2 |
1 |
0,3 |
8 |
3,9 |
< 0,001** |
|
|
O^robactrum spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Paenibacillus spp. |
0 |
0 |
1 |
0,3 |
6 |
2,9 |
< 0,001** |
|
|
Pediococcus spp. |
1 |
0,2 |
1 |
0,3 |
0 |
0 |
0,762 |
|
|
Penicillium spp. |
13 |
2,5 |
11 |
3,0 |
12 |
5,8 |
0,075 |
|
|
Proteus spp. |
2 |
0,4 |
1 |
0,3 |
1 |
0,5 |
0,919 |
|
|
Pseudochrobactrum spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Pseudomonas spp. |
27 |
5,2 |
8 |
2,2 |
1 |
0,5 |
0,003** |
|
|
Ralstonia spp. |
0 |
0 |
1 |
0,3 |
7 |
3,4 |
< 0,001** |
|
|
Rhizomucor spp. |
2 |
0,4 |
1 |
0,3 |
0 |
0 |
0,671 |
|
|
Rhodococcus spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
1 |
0,5 |
0,118 |
|
|
Rhodotorula spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
0 |
0 |
0,577 |
|
|
Scopulariopsis spp. |
7 |
1,3 |
3 |
0,8 |
0 |
0 |
0,222 |
|
|
Serratia spp. |
7 |
1,3 |
5 |
1,4 |
0 |
0 |
0,243 |
|
|
Sphingobacterium spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
1 |
0,5 |
0,118 |
|
|
Sporothrix spp. |
0 |
0 |
0 |
0 |
2 |
1,0 |
0,014*** |
|
|
Staphylococcus spp. |
147 |
28,2 |
130 |
35,5 |
50 |
24,1 |
0,009** |
|
|
Stenotrophomonas spp. |
4 |
0,8 |
2 |
0,5 |
1 |
0,5 |
0,876 |
|
|
Streptococcus spp. |
4 |
0,8 |
3 |
0,8 |
3 |
1,4 |
0,667 |
|
|
Streptomyces spp. |
0 |
0 |
2 |
0,5 |
32 |
15,4 |
< 0,001** |
|
|
Trichophyton spp. |
1 |
0,2 |
2 |
0,5 |
1 |
0,5 |
0,659 |
|
|
Tsukamurella spp. |
1 |
0,2 |
0 |
0 |
2 |
1,0 |
0,093 |
|
|
Итого штаммов |
520 |
100,0 |
366 |
100,0 |
207 |
100,0 |
Примечание: * - нетуберкулезные микобактерии, ** - связь между признаками статистически значима при уровне p < 0,01, *** - связь между признаками статистически значима при уровне p < 0,05
Контаминирующая микрофлора всегда рассматривалась как микробный балласт, препятствующий исследованию клинического материала на МТВс. Процедуры деконтаминации, пробоподготовки и выбор сред для первичного посева также направлены, прежде всего, на выявление МТВс. Данный факт важен в формате диагностики туберкулеза. Изучение видового состава контаминирующей микрофлоры в лабораториях противотуберкулезной службы практически невозможно по причине строгих регламентов, ограничивающих работу с любой, кроме МТВс и других микобактерий, микрофлорой. Расширение перечня сред, на которые выполняется первичный посев материала неизбежно влияет на состав микрофлоры, которая может «контаминировать» первичные посевы. Безусловно, среди такой микрофлоры будут представители сапрофитной микробиоты, не имеющие клинического значения, к ним можно отнести, выделенные в представленном исследовании Brevibacterium spp., Cellulosimicrobium spp., Streptomyces spp. Роль этих микроорганизмов в качестве этиологических агентов при патологических процессах у человека не доказана.
Выделение других кислотоустойчивых актиномицет: Mycobacterium spp., Nocardia spp., Gordonia spp., Rhodococcus spp., Tsukamurella spp. является важным и требует анализа их распространенности в посевах от пациентов при обследовании на туберкулез. Это связано, в первую очередь, с потенциальным клиническим значением данных микроорганизмов у пациентов с факторами риска и иммунокомпрометированных пациентов [5, 6, 8, 14, 19, 20].
Таким образом, использование жидкой питательной среды Миддлбрук 7Н9 позволяет расширить перечень микроорганизмов, которые могут быть выделены из клинического материала при обследовании на туберкулез и ставит вопрос о разработке алгоритмов их идентификации, оценке клинического значения у пациентов, а в случае подтверждения их роли в этиологии патологического процесса и вопроса об определении чувствительности к антимикробным препаратам и критериев интерпретации полученных результатов. Статистически достоверно влияние выбора среды Миддлбрук 7Н9 на повышение высева из клинического материала кислотоустойчивых представителей порядка Actinomycetales и снижение высева некоторых микромицет, Escherichia spp., Klebsiella spp., бацилл и неферментирующих грамотрицательных бактерий.
Заключение
микробиологический туберкулез микобактерия деконтаминация
В представленном исследовании не было поставлено целью определение клинической значимости микроорганизмов-контаминантов. Сравнивая качественный состав микрофлоры, выросшей на плотных и жидких питательных средах, выявили особенности, характеризующиеся преобладанием на жидких питательных средах микроорганизмов из группы кислотоустойчивых актиномицет, среди которых были выделены и идентифицированы микроорганизмы, имеющие потенциальное клиническое значение. Особенно важно, что данные микроорганизмы выделены от пациентов с отрицательными результатами по МТВс, а некоторые из кислотоустойчивых актиномицет (Mycobacterium spp., Nocardia spp., Gordonia spp.) могут давать клиническую и рентгенологическую картину, схожую с туберкулезным процессом [10, 13, 15, 16, 18]. Проведение такого рода исследований необходимо для оценки распространенности потенциальных патогенов, выделение которых затруднено при рутинном микробиологическом исследовании, что связано, в первую очередь, с короткими сроками инкубации посевов в обычной микробиологической практике. Отдельно необходимо анализировать и описывать случаи выделения нетуберкулезных микобактерий с измененными культуральными свойствами при выделении их из клинического материала. Важно отметить, что, по данным настоящего исследования, в 3,5-3,9 % вне зависимости от среды первичного посева были выделены представители как медленно, так и быстро растущих микобактерий, характерной особенностью которых стал атипичный, не характерный для микобактерий рост, схожий с ростом контаминирующей гноеродной и гнилостной микрофлоры.
Список литературы
1. Пунга, В. В. Контроль ситуации по туберкулезу на территориях Российской Федерации, курируемых ФГБНУ «Центральный НИИ туберкулеза», за 2014-2015 гг. / В. В. Пунга, М. А. Якимова, Т. В. Измайлова, Л. И. Русакова, В. В. Тестов // Туберкулез и болезни легких. - 2016. - Т. 94, № 9. - С. 11-17.
2. Севастьянова, Э. В. Оценка комплекса микробиологических и молекулярно-генетических методов исследований для диагностики туберкулеза / Э. В. Севастьянова, В. А. Пузанов, Т. Г. Смирнова, Е. Е. Ларионова, Л. Н. Черноусова // Туберкулез и болезни легких. - 2015. - № 1. - С. 35-41.
3. Aggarwal, D. Pulmonary nocardiosis revisited a case series / D. Aggarwal, K. Garg, J. Chander, V Saini, K. Janmeja // Lung India. - 2015. - Vol. 32, № 2. - P. 165-168.
4. Agterof, M. J. Nocardiosis : a case series and a mini review of clinical and microbiological features / M. J. Agterof, T. Van der Bruggen, M. Tersmette, E. J. Ter Borg, J. M. Van den Bosch, D. H. Biesma // Neth. J. Med. - 2007. - Vol. 65, № 6. - P. 199-202.
5. Alavi Darazam, I. Nocardiosis : risk factors, clinical characteristics and outcome / I. Alavi Darazam, M. Shamaei, M. Mobarhan, S. Ghasemi, P. Tabarsi, M. Motavasseli, D. Mansouri // Iran Red Crescent Med. J. - 2013. - Vol. 15, № 5. - P 436-439.
6. Ambesh, P. Sternal osteomyelitis by GordoniaBronchialis in an immunocompetent patient after open heart surgery / P. Ambesh, A. Kapoor, D. H. Kazmi, M. Elsheshtawy, V Shetty, Y. S. Lin, S. Kamholz // Ann. Card. Anaesth. - 2019. - Vol. 22, № 2. - P. 221-224.
7. Brown-Elliott, B. A. Clinical and laboratory features of the Nocardia spp. based on current molecular taxonomy / B. A. Brown-Elliott, J. M. Brown, P S. Conville, R J. Wallace // Clin. Microbiol. Rev. - 2006. - Vol. 19, № 2. - P. 259-282.
8. Canterino, J. Nocardia thailandica Pulmonary Nocardiosis in a Post-Solid Organ Transplant Patient / J. Canterino, A. Paniz-Mondolfi, B. Brown-Elliott, W. Vientos, R. Vasireddy, R. Wallace, S. Campbell // J. Clin. Microbiol. - 2015. - Vol. 53, № 11. - P. 3686-3690.
9. Chatterjee, M. Effects of different methods of decontamination for successful cultivation of Mycobacterium tuberculosis / M. Chatterjee, S. Bhattacharya, K. Karak // Indian J. Med. Res. - 2013. - Vol. 138, № 4. - P. 541-548.
10. Chen, C. H. Tsukamurella tyrosinosolvens bacteremia with coinfection of Mycobacterium bovis pneumonia : case report and literature review / C. H. Chen, C. T. Lee, T. C. Chang // Springer Plus. - 2016. - Vol. 5, № 1. - P. 2033.
11. Conville, P S. The complexities of nocardia taxonomy and identification / P S. Conville, A. Brown-Elliott, T. Smith, A. M. Zelazny // J. Clin. Microbiol. - 2017. - Vol. 56, № 1. - P. 1417-1419.
12. Gao, B. Phylogenetic framework and molecular signatures for the main clades of the phylum Actinobacteria. Microbiol / B. Gao, R. Gupta // Mol. Biol. Rev. - 2012. - Vol. 76. - P. 66-112.
13. Kandi, V. Human Nocardia Infections : A Review of Pulmonary Nocardiosis / V. Kandi // Cureus. - 2015. - Vol. 7, № 8. - P. e304.
14. Maraki, S. Primary lymphocutaneous nocardiosis in an immunocompetent patient / S. Maraki,
S. Chochlidakis, E. Nioti, Y Tselentis // Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. - 2004. - Vol. 3. - P 24.
15. Marin, M. Identification of Nocardia species from clinical isolates using MALDI-Tof mass spectrometry / M. Marin, A. Ruiz, C. Iglesias, L. Quiroga, E. Cercenado, P. Martm-Rabadan, E. Bouza, B. Rodriguez-Sanchez // Clin. Microbiol. Infect. - 2018. - Vol. 24, № 12. - P. 1342.
16. Nishi, S. Emerging bacterial, fungal, and viral respiratory infections in transplantation / S. Nishi, G Valentine, S. Duncan // Infect. Dis. Clin. North Am. - 2010. - Vol. 24, № 3. - P. 541-555.
17. Simner, P. J. Mycobacterium and aerobic actinomycete culture : are two medium types and extended incubation times necessary? / P. J. Simner, K. A. Doerr, L. K. Steinmetz, N. L. Wengenack // J. Clin. Microbiol. - 2016. - Vol. 54, № 4. - P 1089-1093.
18. Steinbrink, J. Manifestations and outcomes of nocardia infections : Comparison of immunocompromised and nonimmunocompromised adult patients / J. Steinbrink, J. Leavens, C. A. Kauffman, M. H. Miceli // Medicine. - 2018. - Vol. 97, № 40. - P. E12436.
19. Vazquez-Boland, J. Rhodococcus equi : the many facets of a pathogenic actinomycete / J. Vazquez-Boland // Vet. Microbiol. - 2013. - Vol. 167, № 1-2. - P. 9-33.
20. Wemo, A. M. Recurrent breast abscess caused by Gordoniabronchialis in an immunocompetent patient / A. M. Werno, T P. Anderson, S. T Chambers, H. M. Laird, D. R. Murdoch // J. Clin. Microbiol. - 2005. - Vol. 43, № 6. - P. 3009-3010.
21. Yu, M. C. Evaluation of the Rapid MGIT TBc Identification Test for Culture Confirmation of Mycobacterium tuberculosis Complex Strain Detection / M. C. Yu, H. Y Chen, M. H. Wu, W. L. Huang, Y M. Kuo, F. L. Yu, R. Jou // J. Clin. Microbiol. - 2011. - Vol. 49, № 3. - P. 802-807.
References
1. Punga V. V, Yakimova M. A., Izmaylova T V., Rusakova L. I., Testov V. V. Kontrol' situatsii po tuberkulezu na territoriyakh Rossiyskoy Federatsii, kuriruemykh FGBNU “Tsentral'nyy NII tuberkuleza”, za 2014-2015 gg. [Tuberculosis control situation in territories of the Russian Federation suspersived by Central tuberculosis research institute, 2014-2015]. Tuberkulez i bolezni legkikh [Tuberculosis and lung diseases], 2016, vol. 94, no. 9, pp. 11-17.
2. Sevast'yanova E. V, Puzanov V. A., Smirnova T G, Larionova E. E., Chernousova L. N. Otsenka kompleksa mikrobiologicheskikh I molekulyarno-geneticheskikh metodov issledovaniy dlya diagnostiki tuberkuleza [Assessment of a set of microbiological and molecular genetic studies for the diagnosis of tuberculosis]. Tuberkulez i bolezni legkikh [Tuberculosis and lung diseases], 2015. no. 1, pp. 35-41.
3. Aggarwal D., Garg K., Chander J., Saini V, Janmeja A. K. Pulmonary nocardiosis revisited: a case series. Lung India, 2015, vol. 32, no. 2, pp. 165-168.
4. Agterof M. J, Van der Bruggen T., Tersmette M., Ter Borg E. J., Van den Bosch J. M., Biesma D. H. Nocardiosis : a case series and a mini review of clinical and microbiological features. Neth. J. Med., 2007, vol. 65, no. 6. pp. 199-202.
5. Alavi Darazam I., Shamaei M., Mobarhan M., Ghasemi S., Tabarsi P., Motavasseli M., Mansouri D. Nocardiosis: risk factors, clinical characteristics and outcome. Iran Red Crescent Med. J., 2013, vol. 15, no. 5. pp. 436-439.
6. Ambesh P., Kapoor A., Kazmi D. H., Elsheshtawy M., Shetty V., Lin Y. S., Kamholz S. Sternal osteomyelitis by Gordonia Bronchialis in an immunocompetent patient after open heart surgery. Ann. Card. Anaesth, 2019, vol. 22, no. 2, pp. 221-224.
7. Brown-Elliott B. A., Brown J. M., Conville P. S., Wallace R. J. Clinical and laboratory features of the No- cardia spp. based on current molecular taxonomy. Clin. Microbiol. Rev., 2006, vol. 19, no. 2, pp. 259-282.
8. Canterino J., Paniz-Mondolfi A., Brown-Elliott B., Vientos W., Vasireddy R., Wallace R., Campbell S. Nocardia thailandica Pulmonary Nocardiosis in a Post-Solid Organ Transplant Patient. J. Clin. Microbiol., 2015, vol. 53, no. 11, pp. 3686-3690.
9. Chatterjee M., Bhattacharya S., Karak K., Dastidar S. G Effects of different methods of decontamination for successful cultivation of Mycobacterium tuberculosis. Indian J Med Res., 2013, vol. 138, no. 4, pp. 541-548.
10. Chen C. H, Lee C. T, Chang T. C. Tsukamurella tyrosinosolvens bacteremia with coinfection of Mycobacterium bovis pneumonia: case report and literature review. Springer Plus, 2016, vol. 5, no. 1, pp. 2033.
11. Conville P. S., Brown-Elliott B. A., Smith T., Zelazny A. M. The complexities of nocardia taxonomy and identification. J. Clin. Microbiol., 2017, vol. 56, no. 1, pp. 1417-1419.
12. Gao B., Gupta R. Phylogenetic framework and molecular signatures for the main clades of the phylum Actinobacteria. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2012, vol. 76, pp. 66-112.
13. Kandi V. Human Nocardia Infections: A Review of Pulmonary Nocardiosis. Cureus, 2015, vol. 7, no. 8, pp. e304.
14. Maraki S., Chochlidakis S., Nioti E., Tselentis Y Primary lymphocutaneous nocardiosis in an immunocompetent patient. Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 2004, vol. 3, рр. 24.
15. Marin M., Ruiz A., Iglesias C., Quiroga L., Cercenado E., Marim-Rabadan P., Bouza E, Rodriguez-Sanchez B. Identification of Nocardia species from clinical isolates using MALDI -Tof mass spectrometry. Clin. Microbiol. Infect., 2018, vol. 24, no. 12, pp. 1342.
16. Nishi S., Valentine G, Duncan S. “Emerging bacterial, fungal, and viral respiratory infections in transplantation”. Infect. Dis. Clin. North Am., 2010, vol. 24, no. 3. pp. 541-555.
17. Simner P. J., Doerr K. A., Steinmetz L. K., Wengenack N. L. Mycobacterium and aerobic actinomycete culture: are two medium types and extended incubation times necessary? J. Clin. Microbiol., 2016, vol. 54, no. 4, pp. 1089-1093
18. Steinbrink J., Leavens J., Kauffman C. A., Miceli M. H. Manifestations and outcomes of nocardia infections: Comparison of immunocompromised and nonimmunocompromised adult patients. Medicine, 2018, vol. 97, no. 40, pp. e12436.
19. Vazquez-Boland J. Rhodococcus equi: the many facets of a pathogenic actinomycete. Vet. Microbiol., 2013, vol. 167, no. 1-2, pp. 9-33.
20. Wemo A. M., Anderson T. P., Chambers S. T., Laird H. M., Murdoch D. R. Recurrent breast abscess caused by Gordoniabronchialis in an immunocompetent patient. J. Clin. Microbiol., 2005, vol. 43, no. 6, pp. 3009-3010.
21. Yu M. C., Chen H. Y., Wu M. H., Huang W. L., Kuo Y. M., Yu F. L., Jou R. Evaluation of the Rapid MGIT TBc Identification Test for Culture Confirmation of Mycobacterium tuberculosis Complex Strain Detection. J. Clin. Microbiol., 2011, vol. 49, no. 3, pp. 802-807.