Липотоксичность некоторых насыщенных свободных жирных кислот (С16 и С18), содержащихся в фолликулярной жидкости яичников, в отношении их воздействия на рост и развитие ооцитов коров общеизвестна [27]. Другое дело, как влияют данные кислоты при совместном влиянии с БОМК. В исследованиях Ду и др. [28] установлено, что высокие концентрации жирных кислот (олеиновой, линолевой, пальмитиновой, стеариновой и пальмитолеиновой кислот) и БОМК в крови могут нарушать гормональную соматотропную ось, что влияет на экспрессию и синтез ИФР-1 в гепатоцитах. В [28] гепатоциты теленка после культивации обрабатывали жирными кислотами и БОМК, что заметно подавляло экспрессию GHR1A (рецептора гормона роста), что в свою очередь понижало уровень белка JAK2 и фосфорилирование STAT5 (именно фосфорилированный STAT5 перемещается в ядро для активации транскрипции гена ИФР-1). Это говорит о том, что ось соматотропин-ИФР-1 нарушается через изменение сигналов JAK2-STAT5. Это означает, что возможность регуляции соматотропина и его деятельности в липолизе по принципу обратной связи через повышение концентрации ИФР-1 становится невозможной. Это особенно важно в случае периферических тканей, так как ИФР-1 оказывает регулирующее влияние на большинство физиологических эффектов соматотропина. В результате снижение концентрации ИФР-1 приводит к нарушениям его функции в репродуктивной системе при пролиферации, дифференциации и повышении жизнеспособности клеток фолликулов [29]. Исследования последних лет показали, что недостаточный синтез и секреция гормонов, в том числе ИФР-1, определяющих гормональный статус жидкости овариальных фолликулов, оказывает значимое влияние на формирование яйцеклетки, компонентной к оплодотворению и развитию из нее биологически полноценных эмбрионов [30, 31]. Учитывая, что на ИФР-1 регулирующее воздействие, помимо соматотропина, оказывает и ряд других гормонов (инсулин и стероидные гормоны), снижающихся при кетозных заболеваниях, возникают все предпосылки указанных нарушений.
В этой связи также важными представляются исследования С.Н. Тресницкого и др. [32, 33], в которых отмечено, что «кетоз у беременных животных может являться причиной фетоплацентарной недостаточности, что негативно отражается на развитии и способствует рождению гипотрофного плода. На фетоплацентарную недостаточность указывают показатели эндокринного статуса, свидетельствующие о пониженном содержании в периферической крови стероидных гормонов». Исследования показывают, что при фиксировании патологического процесса (в легкой форме, либо на начальном этапе его развития) происходит снижение концентрации стероидных гормонов -- «концентрация прогестерона оказалась ниже клинически здоровых животных в 2,4 раза, тестостерона -- в 1,7 раза, эстрадиола и кортизола -- в 1,3 раза. В дальнейшем происходит включение компенсаторных механизмов фетоплацентарного комплекса, что усиливает синтез эстрадиола и тестостерона с повышением их концентрации в крови до уровня клинически здоровых животных. При этом концентрация прогестерона и кортизола остается низкой» [34]. Соответственно помимо прямого влияния на синтез ИФР-1 БОМК, создается ситуация, когда образование данного гормона ингибируется сниженным синтезом стероидных гормонов и инсулина.
Нехватка стероидных гормонов в свою очередь может быть объяснена тем, что у молочных животных после родов происходит снижение концентрации эфиров холестерина, вызываемое снижением синтеза лецитинхолестеринацилтрансфераза (ЛХАТ) -- фермента печени, превращающего свободный холестерин липопротеинов высокой плотности в эфиры холестерина (более гидрофобную форму холестерина) [35]. Холестерин является предшественником синтеза стероидных гормонов. По данным Накагавы и Като [35], концентрация ЛХАТ снижается до и сразу после отела, а также в период ОЭБ при кетозных заболеваниях. В исследованиях Фьоре и др. [26] показано, что снижение концентрации эфиров холестерина совпадает со снижением концентрации следующих жирных кислот, входящих в состав эфиров холестерина: С12, С18:3 ы 3, С20:3 ы 3, С20:5 ы 3, С22:2 ы 6, С22:6 ы 3 и С23. В целом это согласуется с тем, что насыщенные ЖК снижают чувствительность к инсулину у молочного скота, тогда как ненасыщенные ЖК (особенно п-3) усиливают действие инсулина [36].
Ситуация с холестерином обращает на себя внимание еще и потому, что начальные этапы синтеза кетонов с образованием Р-окси-Р-метилглутарил-КоА идентичны с синтезом холестерина. Отличие заключается в месте прохождения реакций -- синтез холестерина происходит в цитозоле клеток, а не в митохондриях.
В качестве еще одного примера исследований по прямому воздействию БОМК можно выделить работу Лерой и др. [37], в которой изучено воздействие двух различных концентраций БОМК (характерных для субклинического и клинического кетоза) и глюкозы на рост и развитие ооцитов коров. Результаты показали, что события, имитирующие кетоз, привели к нарушениям созревания ооцитов, в первую очередь за счет низких концентраций глюкозы. Женские половые гаметы очень чувствительны к метаболическим изменениям в организме, что определяло дополнительное токсическое воздействие БОМК, причем, что интересно, в варианте с концентрацией БОМК 1,8 ммоль/л нарушений в созревании ооцитов было больше, чем при концентрации БОМК 4,0 ммоль/л.
Важной составляющей при анализе влияния БОМК на организм животных является ее деятельность в снижении иммунитета, в некоторых случаях связанная со снижением содержания гликогена и фосфолипидов [38]. В исследованиях Хоебена и др. [39] рассматривали влияние БОМК на полиморфноядерные лейкоциты, играющих иммунную роль. Концентрации от 1 до 2,5 ммоль/л оказывали ингибирующее воздействие, снижая фагоцитарную и бактерицидную способность нейтрофилов.
Здзисинска и др. [40] обнаружили, что БОМК (3,8 ммоль/л) в чистом виде, либо в смеси с другими КТ, значительно снижает в эндотелиальных клетках крупного рогатого скота содержание интерферона (IFN) и фактора некроза опухоли (TNF) в эндотелиальных клетках крупного рогатого скота. Значительное ингибирование синтеза обоих цитокинов может формировать повышенную восприимчивость кетотических коров к инфекциям.
Показана роль БОМК в возникновении и развитии окислительного стресса с непосредственным воздействием на качество ооцитов и получаемое потомство. У животных с повышенными КТ фиксируется ослабление антиоксидантной защиты организма [41]. Ши и др. в [42] отметили, что у кетозных коров содержание малонового диальдегида (МДА) в плазме крови было выше в сравнении со здоровыми. Показатель общей антиоксидантной способности, глутатионпероксидазы, каталазы, соотношение глутатион/глутатион дисульфид были снижены, это говорит о том, что животные в кетозном состоянии испытывают окислительный стресс [43]. В крови кетозных коров происходит также снижение некоторых витаминов с антиоксидантной способностью [44].
Тенденция по содержанию МДА в [42] совпадает с данными С.Н. Тресницкого и др. [32]. Из материалов исследования следует, что «у коров с экстрагенитальной патологией беременности, у коров в сухостойный период и у глубокостельных нетелей уже на начальном этапе ее развития отмечено увеличение содержания в крови МДА на 43,0 % и активизация системы антиоксидантной защиты как компенсаторной реакции на повреждающее действие продуктов перекисного окисления» [33]. Физиологические уровни активных форм кислорода (АФК) играют важную роль во внутриклеточной передаче сигнала, развитии фолликула и овуляции, в то время как избыточное их производство приводит к окислительному стрессу, который повреждает ДНК клетки, липиды, белки биомембран и другие макромолекулы [45]. Изучение влияния АФК на формирование овариального фолликула показали, что его чрезмерное содержание инициирует апоптоз (запрограммированная гибель клеток) гранулезных клеток, а это в свою очередь приводит к атрезии антрального фолликула [46].
Заключение
Обзор литературных данных показал, что кетозное состояние может оказывать прямое и опосредованное воздействие на репродуктивный статус Bos Taurus через различные физиологические и биохимические механизмы. При этом, несмотря на большое количество исследований, многие составляющие именно прямого воздействия повышенных концентраций кетоновых тел и в первую очередь Р-ок- симасляной кислоты остаются не выясненными. Уточнение данных вопросов имеет важное прикладное значение, так как более полное понимание нарушений репродуктивной функции животных при повышенных концентрациях кетоновых тел позволит в дальнейшем моделировать и разрабатывать более совершенные диагностические тесты и различные решения коррекции.
Библиографический список
1. MeUado M., Davila А., Gaytan L., Macias-Cruz U., Avendano-Reyes L., Garcia E. Risk factors for clinical ketosis and association with milk production and reproduction variables in dairy cows in a hot environment // Tropical Animal Health and Production. 2018. Vol. 7. № 50. P. 1611--1616. doi: 10.1007/Б11250-018-1602-у
2. Mostert P.F., Bokkers E.A.M., Van Middelaar C.E., Hogeveen H., de Boer I.J.M. The economic impact of subclinical ketosis in dairy cattle using a dynamic stochastic simulation model // Animal. 2018. Vol. 12. № 1. P. 145--154. doi: 10.1017/S1751731117001306
3. Ширяев Г.В., Никитин Г.С. Оценка применения кормовых добавок при субклиническом кетозе у высокопродуктивных коров // Вопросы нормативно-правового регулирования в ветеринарии. 2020. № 2. С. 45--50.
4. Duffield T.F., Lissemore K.D., McBride B.W., Leslie K.E. Impact of hyperketonemia in early lactation dairy cows on health and production // Journal of Dairy Science. 2009. Vol. 92. № 2. P. 571--580. doi: 10.3168/ jds.2008-1507
5. Diskin M.G., Murphy J.J., Sreenan J.M. Embryo survival in dairy cows managed under pastoral conditions // Animal Reproduction Science. 2006. Vol. 96. № 3-4. P. 297--311. doi: 10.1016/j.anireprosci.2006.08.008
6. Suthar V.S., Canelas-Raposo J., Deniz A., Heuwieser W. Prevalence of subclinical ketosis and relationships with postpartum diseases in European dairy cows // Journal of Dairy Science. 2013. Vol. 96. № 5. P. 2925--2938. doi: 10.3168/jds.2012-6035
7. Rutherford A.J. Oikonomou G., Smith R.F. The effect of subclinical ketosis on activity at estrus and reproductive performance in dairy cattle // Journal of Dairy Science. 2016. Vol. 99. № 6. P. 4808--4815. doi: 10.3168/jds.2015-10154
8. Walsh R.B., Walton J.S., Kelton D.F., Le Blanc S.J., Leslie K.E., Duffield T.F. Effect of subclinical ketosis in early lactation on reproductive performance of postpartum dairy cows // Journal of Dairy Science. 2007. № 90. P. 2788--2796. doi: 10.3168/jds.2006-560
9. Antanaitis R., Juozaitiene V., Malasauskiene D., Televicius M., Urbutis M. Biomarkers from automatic milking system as an indicator of subclinical acidosis and subclinical ketosis in fresh dairy cows // Polish Journal of Veterinary Sciences. 2019. Vol. 22. № 4. P. 685--693. doi: 10.24425/pjvs.2019.129981
10. Эленшлегер А.А., Требухов А.В., Казакова О.Г. Некоторые биохимические показатели крови у коров при субклиническом кетозе // Вестник Алтайского ГАУ. 2014. № 10 (120). С. 96--99.
11. Данченко Е.О. Биохимические маркеры алкогольного кетоацидоза // Судебная экспертиза Беларуси. 2017. № 1 (4). С. 37--45.
12. Воинова А.А., Ковалев С.П., Трушкин В.А., Никитин Г.С. Изменение показателей пигментного обмена при лечении коров, больных хроническим гепатозом // Международный вестник ветеринарии. № 1. С. 114--118.
13. Зильбертер Ю.И., Зильбертер Т.М. Энергетический метаболизм: от нейронов и глии к целому мозгу; норма, патология и коррекция // Успехи физиологических наук. 2012. № 2. С. 37--53.
14. Боголюбова Н.В., Романов В.Н., Рыков Р.А Особенности обменных процессов в организме коров с использованием в рационах комплекса дополнительного питания // Генетика и разведение животных.
15. № 4. С. 92--97. doi: 10.31043/2410-2733-2019-3-3-10
16. Таганович А.Д., Олецкий Э.И., Коневалова Н.Ю., Лелевич В.В. Биологическая химия. Минск: Вышэйшая школа, 2013. 671 с.
17. Кардо Луис. Решение проблемы отрицательного энергетического баланса // Эффективное животноводство. 2015. № 7(116). C. 30--31.
18. Масловская А.А. Механизм развития кетоза при сахарном диабете и голодании // Журнал Гродненского государственного медицинского университета. 2012. № 3 (39). С. 8--10.
19. McCarthy M.M., Mann S., Nydam D.V., Overton T.R., McArt J.A.A. Short communication: Concentrations of nonesterified fatty acids and P-hydroxybutyrate in dairy cows are not well correlated during the transition period // Journal of Dairy Science. 2015. Vol. 98. № 9. P. 6284--6290.
20. Butler W.R. Energy balance relationships with follicular development, ovulation and fertility in postpartum dairy cows // Livestock Production Science 2003. № 83. P. 211--218. doi:10.1016/S0301-6226(03)00112-X
21. Zarrin M., De Matteis L., Vernay M.C.M.B., Wellnitz O., van Borland H.A., Bruckmaier R.M. Longterm elevation of Д-hydroxybutyrate in dairy cows through infusion: Effects on feed intake, milk production, and metabolism // Journal of Dairy Science. 2013. Vol. 96. № 5. Р. 2960--2972.
22. Metz S.H.M., van den Bergh S.G. Regulation of fat mobilization in adipose tissue of dairy cows in the period around parturition // Netherlands Journal of Agricultural Science. 1977. 25. Р. 198--211.
23. Van der Drift S.G.A., Everts R.R., Houweling M., van Leengoed L.A.M.G., Stegeman J.A., Helens A.G.M., et al. Effects of Д-hydroxybutyrate and isoproterenol on lipolysis in isolated adipocytes from periparturient dairy cows and cows with clinical ketosis // Research in Veterinary Science. 2013. Vol. 94. № 3. P. 433--439. doi:10.1016/j.rvsc.2012.11.009
24. Lemor A., Hosseini A., Sauerwein H., Mielenz M. Transition period-related changes in the abundance of the mRNAs of adiponectin and its receptors, of visfatin, and of fatty acid binding receptors in adipose tissue of high-yielding dairy cows // Domestic Animal Endocrinology. 2009. Vol. 37. № 1. Р. 37--44. doi:10.1016/j. domaniend.2009.01.004
25. Yamdagni S., Schultz L.H. Fatty acid composition of blood plasma lipids of normal and ketotic cows // Journal of Dairy Science. 1970. № 53. Р. 1046--1050.
26. Brumby P.E., Anderson M., Tuckley B., Storry J.E., Hibbit K.G. Lipid Metabolism in the Cow during Starvation-Induced Ketosis // Biochemical Journal. 1975. Vol. 146. № 3. Р. 609--615.
27. Fiore Е.Т., Tessari R., Morgante М. Identification of Plasma Fatty Acids in Four Lipid Classes to Understand Energy Metabolism at Different Levels of Ketonemia in Dairy Cows Using Thin Layer Chromatography and Gas Chromatographic Techniques (TLC-GC) // Animals. 2020. Vol. 10. № 4. Р. 571. doi:10.3390/ ani10040571
28. Aardema H., van Tol H.T.A., Wubbolts R.W, Brouwers J.F.H.M., Gadella B.M, Roelen B.A.J. Stea- royl-CoA desaturase activity in bovine cumulus cells protects the oocyte against saturated fatty acid stress // Biology of Reproduction. 2017. Vol. 96. № 5. P. 982--992. doi:10.1095/biolreprod.116.146159
29. Du X., Zhu Y., Peng Z., Cui Y., Zhang Q., Shi Z., et al. High concentrations of fatty acids and Д-hydroxybutyrate impair the growth hormone-mediated hepatic JAK2-STAT5 pathway in clinically ketotic cows // Journal of Dairy Science. 2018. Vol. 101. N 4. Р. 3476--3487. doi.:10.3168/jds.2017-13234
30. Silva J.R.V., Figueiredo J.R., van den Hurk R. Involvement of growth hormone (GH) and insulin-like growth factor (IGF) system in ovarian folliculogenesis // Theriogenology. 2009. Vol. 71. № 8. Р. 1193--1208. doi.:10.1016/j.theriogenology.2008.12.015
31. Heidari M., Kafi M., Mirzaei A., Asaadi A., Mokhtari A. Effects of follicular fluid of preovulatory follicles of repeat breeder dairy cows with subclinical endometritis on oocyte developmental competence // Animal Reproduction Science. 2019. № 205. P. 62--69. doi.:10.1016/j.anireprosci.2019.04.004
32. Nasioudis D., Minis E., Irani M., Kreines M., Witkin S.S., Spandorfer S.D. Insulin-like growth factor-1 and soluble FMS-like tyrosine kinase-1 prospectively predict cancelled IVF cycles // Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 2019. Vol. 36. № 12. P. 2485--2491. doi:10.1007/s10815-019-01618-3
33. Тресницкий С.Н., Авдеенко В.С., Пименов Н.В. Метаболический стресс у сухостойных коров и нетелей при развитии субклинического кетоза // Ветеринария, зоотехния и биотехнология. 2017. № 12. С. 6--13.